Forschungsbereich Prof. Dr. Georg Sprenger

Enzyme, die C-C-Bindungen knüpfen oder spalten können,  eignen sich als Biokatalysatoren in chemo-enzymatischen Synthesen um z.B. neuartige Zucker, Zuckeranaloge oder hydroxylierte Verbindungen herzustellen. In unserer Arbeitsgruppe untersuchen wir dazu Enzyme aus dem Zentralstoff- und Baustoffwechsel von Escherichia coli wie Aldolasen und Thiamindiphosphat (ThDP)-abhängige Enzyme.

Bei den Aldolasen untersuchten wir die Transaldolase (TAL) und die strukturverwandte, neuartige Fruktose-6-Phosphat-Aldolase (FSA) und deren Mutantenproteine (Muteine). In Kooperation mit Prof. Gunter Schneider am Karolinska-Institut in Stockholm wurden die dreidimensionalen Strukturen der TAL und einiger TAL-Muteine gelöst. Erstmals für Aldolasen wurde dabei der Enzym:Substratkomplex des Typs einer Schiff´schen Base aufgeklärt. Ebenso wurde die Struktur des dekameren Enzyms FSA gelöst. Durch ortsgerichtete Mutagenesen wurden die aktiven Zentren der Enzyme verändert und diese „Muteine“ wurden danach auf ihre Katalyseeigenschaften untersucht. In Zusammenarbeit mit der AG von Prof. W.D. Fessner an der TU Darmstadt wurde die gerichtete Evolution der Transaldolase zur Gewinnung neuer Enzymeigenschaften erfolgreich untersucht. So konnten Mutantenproteine mit neuartigen oder verbesserten Eigenschaften erhalten werden (z.B. Dihydroxyaceton als Donorsubstrat für TAL-Reaktionen; unphosphorylierte Aldehyde als Akzeptorsustrate). Wir verfügen somit über verschiedene TAL- und FSA-Mutantenproteine, die den Zugang zu interessanten neuen Zuckern und Zuckeranaloga aus chemo-enzymatischen Synthesen ermöglichen. Dies konnten wir in Zusammenarbeit mit verschiedenen Arbeitsgruppen (Fessner, Lemaire, Clapés) unter Beweis stellen. Ein DFG-Projekt (Dr. Anne Samland) beschäftigte sich mit den Determinanten der Substrat- und Stereoselektivität von Dihydroxyaceton verwertenden Transaldolasen und FSA. Eine Variante von FSA mit dem Aminosäureaustausch Ala129>Ser (A129S) zeigt deutlich verbesserte katalytische Effizienz gegenüber Fruktose-6-Phosphat. Diese Eigenschaft konnten wir kürzlich erfolgreich zur Umlenkung der Glykolyse in einer E. coli-Mutante einsetzen, der die Funktionen der Phosphofructokinase und der Glucose-6-Phosphatdehydrogenase fehlen.

Verschiedene Thiamindiphosphat (ThDP)-abhängige Enzyme können – neben ihren Funktionen im Stoffwechsel- auch als Biokatalysatoren für C-C-Bindungsknüpfungen verwendet werden. In der Vergangenheit untersuchten wir die Transketolase (TKT), die strukturverwandte 1-Desoxyxylulose 5-Phosphat-Synthase (DXS) aus E. coli und die Phosphonopyruvat-Decarboxylase (PPDC, aus Streptomyces viridochromogenes).

Im Rahmen einer DFG-Forschergruppe (For 1296) untersuchten wir in Kooperation mit der AG von Jürgen Pleiss (ITB, Univ. Stuttgart) und Michael Müller (Univ. Freiburg) die Verwendung des Enzyms MenD (SEPHCHC-Synthase) als neuartigem Biokatalysator für 1,2- und 1,4-Additionen. Auch hier wurden Mutantenproteine erzeugt und – in Kooperation mit Prof. Gunter Schneider- auf ihre Struktur-Funktionsbeziehungen hin untersucht. MenD nutzt-neben seinem eigentlichen Donor 2-Ketoglutarat z.B. auch 2-Keto-4-Hydroxyglutarat; dadurch eröffnen sich neue Synthesemöglichkeiten.

Das Gram-negative Bakterium Escherichia coli K-12 ist molekulargenetisch sehr gut untersucht, und wird zunehmend auch in der Biotechnologie für die Produktion von niedermolekularen Substanzen eingesetzt. Wir beschäftigen uns mit der gezielten Veränderung der Stoffwechselwege von E. coli und anderen industriell genutzten Mikroorganismen (Corynebacterium glutamicum) für die Produktion von z.B. Aminosäuren, Oligosacchariden und Feinchemikalien.

Am Beispiel von E.coli -Zellen konnte gezeigt werden, dass der Aromatenbiosyntheseweg (Shikimisäureweg) in Bakterien erfolgreich zur Produktion von aromatischen Aminosäuren wie L-Phenylalanin, L-Tryptophan, p-Aminophenylalanin und Phenylglycin optimiert werden konnte. Ebenso konnten andere, von Chorismat abgeleitete Substanzen wie z.B. Violacein (über die Zwischenstufe L-Tryptophan) gewonnen werden. Weitere Untersuchungen betreffen die Gewinnung von aromatischen Substanzen mit dem Bakterium Corynebacterium glutamicum; hier gibt es eine langjährige Zusammenarbeit mit der Covestro AG (ehemals Bayer Material Sciences) im Rahmen eines von der FNR unterstützten Projekts (Bio4PurPro) zur Gewinnung von BioAnilin aus nachwachsenden Pflanzenrohstoffen. Sowohl bei E. coli als auch bei C. glutamicum zeigte sich dabei, dass die gezielte chromosomale Integration von Genen (z.T. in höheren Genkopienzahl) Vorteile gegenüber der Plasmid-basierten Expression hat.

In einem BMBF-Gemeinschaftsprojekt (ReCOgNice) mit Partnern aus Stuttgart (Prof. Takors, Prof. Sawodny) und von der Univ. Tübingen (Dr. Bonin) untersuchten wir Regulationsvorgänge der C-, O-, und N-Stoffwechselwege von E. coli-Zellen untersucht und konnten dabei eine große Anzahl an definierten E. coli-Stämmen als Reporter für verschiedene Stresszustände konstruieren. In langjährigen DFG-Projekten (gemeinsam mit Prof. D. Weuster-Botz, TU München) untersuchten wir zuerst die Produktion von L-Phenylalanin auf Basis von Glyzerin mit E. coli. In einem vor kurzem abgeschlossenen Fortsetzungsprojekt wurden Stämme, die L-Tryptophan bilden, untersucht. Ziel war die Aufklärung der Stoffwechseladaptation nach dem Wechsel des Wuchsmediums (Kurzzeitfermentationen) und bei z.B. Zufütterung von Shikimat. In Kooperation mit Prof. C. Wittmann (Universität des Saarlandes) hatten wir E. coli-Tryptophan-Produzenten für die Gewinnung von desoxy-Violacein erfolgreich eingesetzt. Diese Arbeiten werden derzeit im Rahmen des DFG-Schwerpunktprojekts (InterZell, SPP2170, in Kooperation mit dem IBVT, Prof. Ralf Takors) fortgeführt mit dem Ziel einer Gewinnung von Violacein mithilfe bakterieller Cokulturen (MiMiCry). 

Durch gezielte genetische Eingriffe in den Zentralstoffwechsel von E. coli -Zellen (Unterbrechung der Funktion der Phosphofructokinase) und durch Ausprägung einer Variante der Fruktose-6-Phosphat-Aldolase (FSA, Ala129Ser-Mutante) konnten wir kürzlich einen E. coli-Stamm gewinnen, der einen neuartigen Stoffwechselweg zu Dihydroxyaceton und Glyzerin aufweist.

In einem Projekt der Baden-Württemberg-Stiftung (BWS; Glykomik/Glykobiologie) untersuchten wir zuerst die biotechnologische Herstellung von fucosylierten Oligosacchariden („humane Milch-Oligosaccharide, HMO) mithilfe rekombinanter E. coli-Stämme. Dabei konnten wir z.B. 2´-Fucosyllactose und fucosylierte Lacto-N-tetraose herstellen. In einem weiteren (kürzlich abgeschlossenen BWS-Projekt) untersuchten wir gemeinsam mit Partnern an der Universität Tübingen und dem Leibniz-Zentrum/TU Braunschweig die Bildung von nicht-proteinogenen Aminosäuren wie z.B. Phenylglycin als Bausteine für die Produktion von Derivaten der Glykopeptid-Antibiotika Balhimycin oder Pristinamycin.

(Bei Autoren verschiedener Institute sind die Coautoren des IMB fett hervorgehoben)

Jia, J., Huang, W., Schörken, U., Sahm, H., Sprenger, G.A., Lindqvist, Y., & G. Schneider (1996). Crystal structure of transaldolase B from Escherichia coli suggests a circular permutation of the a/b-barrel within the class I aldolase family. Structure 4:715-724.

Jia, J., Schörken, U., Lindqvist, Y., Sprenger, G.A., & Schneider, G. (1997) Crystal structure of the reduced Schiff-base intermediate complex of transaldolase B from Escherichia coli: mechanistic implications for class I aldolases. Protein Science 6: 119-124.

Sprenger, G.A., Schörken, U., Wiegert, T., Grolle, S., de Graaf, A.A., Taylor, S.V., Begley, T.P., Bringer-Meyer, S., & Sahm, H. (1997) Identification of a thiamin-dependent synthase in Escherichia coli required for the formation of the 1-deoxy-D-xylulose 5-phosphate precursor to isoprenoids, thiamin, and pyridoxol. Proceedings of the National Academy of Sciences, U.S.A. 94:12857-12862.

Taylor, S.V., Vu, L.D., Begley, T.P., Schörken, U., Grolle, S., Sprenger, G.A., Bringer-Meyer, S., & Sahm, H. (1998) Chemical and enzymatic synthesis of 1-deoxy-D-xylulose-5-phosphate. Journal of Organic Chemistry 63:2375-2377.

Zimmermann, F.T., Schneider, A., Schörken, U., Sprenger, G.A., & Fessner, W-D. (1999) Efficient multi-enzymatic synthesis of D-xylulose 5-phosphate. Tetrahedron Asymmetry 10: 1643-1646.

Schürmann, Me., & Sprenger, G.A. (2001) Fructose-6-phosphate aldolase is a novel class I aldolase from Escherichia coli and is related to a novel group of bacterial transaldolases. Journal of Biological Chemistry, 276:11055-11061.

Schörken, U., Thorell, S., Schürmann, M., Jia, J., Sprenger, G.A., & Schneider, G. (2001) Identification of catalytically important residues in the active site of Escherichia coli transaldolase. European Journal of Biochemistry, 268:2408-2415.

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Thorell, S., Schürmann, M., Sprenger, G.A., & Schneider, G. (2002) Crystal structure of decameric fructose-6-phosphate aldolase from Escherichia coli reveals inter-subunit helix swapping as a structural basis for assembly differences in the transaldolase family. Journal of Molecular Biology, 319:161-171.

Schürmann, M., Schürmann, M., & Sprenger, G.A. (2002) Fructose 6-phosphate aldolase and 1-deoxy-D-xylulose 5-phosphate synthase from Escherichia coli as tools in enzymatic synthesis of 1-deoxy sugars. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, 19-20: 247-252.

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Schneider, S., Sandalova, T., Schneider, G., Sprenger, G.A., & Samland, A.K. (2008) Replacement of a phenylalanine by a tyrosine in the active site confers fructose 6-phosphate aldolase activity to the transaldolase of Escherichia coli and human origin. Journal Biological Chemistry, 283: 30064-30072.

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Castillo, J.A., Guérard-Hélaine, C., Gutiérrez, M., Garrabou, X., Sancelme, M. Schürmann, M., Inoue, T., Hélaine, v., Charmantray, F., Gefflaut, T., Hecquet, L., Joglar, J., Clapés, P., Sprenger, G.A, Lemaire, M. (2010) A mutant D-Fructose-6-Phosphate aldolase (Ala129Ser) as a powerful improved biocatalyst for direct syntheses of nitrocyclitols and carbohydrates from dihydroxyacetone. Advanced Synthesis and Catalysis, 352: 1039-1046.

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Samland, A.K., Baier, S., Schürmann, M., Inoue, T., Huf, S., Schneider, G., Sprenger, G.A., Sandalova, T. (2012) Conservation of structure and mechanism within the transaldolase enzyme family. FEBS Journal, 279: 766-778.

Widmann, M., Pleiss, J., Samland, A.K. (2012) Computational tools for rational protein engineering of aldolases. Computational and Structural Biotechnology Journal, 2 (3) e201209016.

Sanchez-Moreno, I., Nauton, L., Théry, V., Pinet, A., Petit, J-L., de Berardinis, V., Samland, A.K., Guérard-Hélaine, C., Lemaire, M. (2012) FSAB: a new fructose-6-phosphate aldolase from Escherichia coli. Cloning, over-expression and comparative kinetic characterization with FSAA. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, 84:9-14.

Müller, M., Beigi, M., Fries, A.; Waltzer, S.; Sprenger, G.; Eggeling, L. (2013) TCA Cycle Involved Enzymes SucA and Kgd, as well as MenD: Efficient Biocatalysts for Asymmetric C–C Bond Formation. Organic Letters, 15:452-455.

Müller M., Sprenger, G.A., Pohl, M. (2013) C-C bond formation using ThDP-dependent lyases. Current Opinion in Chemical Biology, 17:261-270.

Stellmacher, L., Sandalova, T., Leptihn, S., Schneider, G., Sprenger, G.A., Samland, A.K. (2015) Acid-based catalyst discriminates between a fructose 6-phosphate aldolase and a transaldolase. ChemCatChem 7: 3140-3151.

Stellmacher, L., Sandalova, T., Schneider, S., Schneider, G., Sprenger, G.A., Samland, A.K. (2016) Novel mode of inhibition by D-tagatose-6-phosphate through a Heyns rearrangement in the active site of transaldolase B variants. Acta Crystallographica Section D, 72: 467-476.

Schapfl, M., Baier, S., Fries, A., Ferlaino S., Waltzer, S., Müller, M., Sprenger, G.A. (2018) Extended substrate range of thiamine diphosphate-dependent MenD enzyme by coupling of two C-C-bonding reactions. Applied Microbiology and Biotechnology, 102:8359-8372.

Fries, A., Mazzaferro, L.S., Grüning, B., Bisel, P., Stibal, K., Sprenger, G.A., Günther, S., Müller, M. (2019) Alteration of the route to menaquinone (vitamin K2) in E. coli towards unnatural chorismate-derived metabolites. ChemBioChem, 20:1672-1677.

Sánchez-Moreno, I., Trachtmann, N., Ilhan, S., Hélaine, V., Lemaire, M., Guérard-Hélaine, C., Sprenger, G.A. (2019) 2-ketogluconate kinase from Cupriavidus necator H16: purification, characterization and exploration of its substrate specificity. Molecules, 24:2393.

Guitart Font, E., Sprenger, G.A. (2020) Opening a novel biosynthetic pathway to dihydroxyacetone and glycerol in Escherichia coli mutants through expression of a gene variant (fsaAA129S) for fructose 6-phosphate aldolase. International Journal of Molecular Sciences, 21:9625.

 

Neuere Buchbeiträge:

Sprenger, G.A., Schürmann, Me., Schürmann, Ma., Johnen, S., Sprenger, G., Sahm, H., Inoue, T., Schörken, U. (2007) C-C-bonding microbial enzymes: thiamine diphosphate-dependent enzymes and class I aldolases. pp. 298-311. In Asymmetric Synthesis with Chemical and Biological Methods (D Enders, K-E Jaeger, Hg.) Wiley-VCH, Weinheim.

Clapés, P., Sprenger, G.A., Joglar, J. (2008) Novel Strategies in aldolase-catalyzed synthesis of iminosugars. pp. 299-311. In “Modern Biocatalysis: Stereoselective and environmentally friendly reactions” (W.D. Fessner, T. Anthonsen, eds.) Wiley-VCH Verlag, Weinheim.

Castillo, J.A., Parella, T., Inoue T., Sprenger, G.A., Joglar, J., Clapés, P. (2009) Synthesis of D-fagomine by aldol addition of dihydroxyacetone to N-Cbz-3-aminopropanal catalyzed by D-fructose-6-phosphate aldolase. pp. 212-217. In “Practical Methods for Biocatalysis and Biotransformations” (J. Whittall, P. W.Sutton, eds.). John Wiley & Sons, Chichester, U.K.

Samland, A.K., Sprenger, G.A. (2015) Synthetic potential for dihydroxyacetone utilizing aldolases. pp.783-816. In. (P. Grunwald, Hg.). Industrial Biocatalysis. Pan Stanford Publishing Pte. Ltd., Singapore.

Sprenger G.A.  (2017) Glycerol as Carbon Source for Production of Added-Value Compounds. Chapter 4, p. 93-123. In (G. Gosset, Hg.) Engineering of microorganisms for the production of chemicals and fuels from renewable resources. Springer Nature Verlag ISBN: 978-3-319-51728-5

(Bei Autoren verschiedener Institute sind die Coautoren des IMB fett hervorgehoben)

Franke, D., Sprenger, G.A., & Müller, M. (2003a) Easy access to trans-3, 4-dihydroxy-3,4-dihydrocyclohexa-1,5-diene carboxylic acid with engineered strains of Escherichia coli. ChemBioChem, 4: 775-777.

Franke, D., Lorbach, V., Esser, S., Dose, C., Sprenger, G.A., Halfar, M., Thömmes, J., Müller, R., Takors, R., & Müller, M. (2003b) (5S, 6S)-Dihydroxy-cyclohexa-1,3-dienecarboxylic acid: microbial access with engineered cells of Escherichia coli and applicability as starting material in natural product synthesis. Chemistry, a European Journal, 9: 4188-4196.

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Kreutzenbeck, P., Kröger, C., Lausberg, F. Blaudeck, N., Sprenger, G.A. & Freudl, R. (2007) Escherichia coli twin-arginine (Tat) mutant translocases possessing relaxed signal peptide recognition specificities. Journal of Biological Chemistry, 282: 7903-7911.

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Albermann, C., Ghanegaonkar, S., Lemuth, K., Vallon, T., Reuss, M., Armbruster, W., & Sprenger, G.A. (2008) Biosynthesis of the vitamin E compound d-tocotrienol in recombinant Escherichia coli cells. ChemBioChem, 9: 2524-2533.

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Ghanegaonkar, S., Conrad, J., Beifuss, U., Sprenger, G.A., Albermann, C.(2012) Towards the in vivo production of tocotrienol compounds: engineering of a plasmid free Escherichia coli strain for the heterologous synthesis of 2-methyl-6-geranylgeranyl benzoquinol. Journal of Biotechnology, 164: 238-247.

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Laschat, S., Roduner, E., Kaim, W., Sarkar, B., Urlacher, V.B., Pleiss, J. Gläser, G., Einicke, W.-D., Sprenger, G., Beifuß, U., Klemm,E.,Liebner, C., Hieronymus, H., Hsu, S.-F., Plietker, B. (2013) Selective Catalytic Oxidation of C–H Bonds with Molecular Oxygen. ChemCatChem, 5: 82-112.

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Rodrigues, A.L., Trachtmann, N., Becker, J., Blotenberg, J., Lohanatha, A.F., Bolten, C.J., Corneli, C., de Souza Lima, A.O., Porto, L.M., Sprenger, G.A., Wittmann, C. (2013) Systems metabolic engineering of Escherichia coli for production of the antitumor drugs violacein and deoxyviolacein. Metabolic Engineering, 20: 29-41.

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Gottlieb K, Albermann C, Sprenger, G.A. (2014) Improvement of L-phenylalanine production from glycerol by recombinant Escherichia coli strains: the role of extra copies of glpK, glpX, and tktA genes. Microbial Cell Factories, 13: 96.

Baumgärtner, F., Conrad, J., Sprenger, G.A., Albermann, C. (2014) Synthesis of the human milk oligosaccharide lacto-N-tetraose in metabolically engineered, plasmid-free E. coli. ChemBioChem, 15: 1896-1900.

Weiner, M., Tröndle, J., Albermann, C., Sprenger, G.A., Weuster-Botz, D. (2014c) Carbon storage in recombinant Escherichia coli during growth on glycerol and lactic acid. Biotechnology and Bioengineering, im Druck.

Albermann, C., Weiner, M., Tröndle, J. , Weuster-Botz, D., Sprenger, G.A. (2014) Utilization of organophosphate:phosphate antitransporter for isotope labeling experiments in E. coli. FEMS Microbiology Letters, im Druck.
 

Weiner, M. Tröndle, J., Schmideder, A., Albermann, C., Binder, K., Sprenger, G.A., Weuster-Botz, D. (2015) Parallelized small-scale production of uniformly 13C-labeled cell-extract for quantitative metabolome analysis. Analytical Biochemistry, 478: 134-140.

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Baumgärtner, F., Jurzitza, L., Conrad, J., Beifuss, U., Sprenger, G.A., Albermann, C. (2015b) Synthesis of fucosylated lacto-N-tetraose using whole-cell biotransformation. Bioorganic & Medicinal Chemistry 23: 6799-6806.

Weiner M., Tröndle J., Albermann C., Sprenger G.A., Weuster-Botz, D. (2016) Perturbation experiments: Approaches for metabolic pathway analysis in bioreactors. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology, 152: 91–136.

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Tröndle, J., Schoppel, K., Bleidt, A., Trachtmann, N., Sprenger, G.A., Weuster-Botz, D. (2020) Metabolic control analysis of L-tryptophan production with Escherichia coli based on data from short-term perturbation experiments. Journal of Biotechnology, 307:15-28.

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Moosmann, D., Mokeev, V., Kulik, A., Osipenkov, N., Kocadinc, S., Ort-Winklbauer, R., Handel, F., Hennrich, O., Youn, J-W., Sprenger, G.A., Mast, Y. (2020) Genetic engineering approaches for the fermentative production of phenylglycines. Applied Microbiology and Biotechnology, 104:3433–3444.

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Schoppel, K., Trachtmann, N., Mittermeier, F., Sprenger, G.A., Weuster-Botz, D. (2021) Metabolic control analysis of L-tryptophan producing Escherichia coli applying targeted perturbation with shikimate. Bioprocess and Biosystems Engineering. 44:2591-2613.   

   

 

Buchbeiträge:

Lorbach, V., Franke, D., Esser, S., Dose, C., Sprenger, G.A., & Müller, M. (2004) Microbially produced functionalized cyclohexadiene-trans-diols as a new class of chiral building blocks in organic synthesis: On the way to green and combinatorial chemistry. p. 511-525. In Highlights in Bioorganic Chemistry: Methods and Applications (C. Schmuck & H. Wennemers, eds.) Wiley-VCH.

Sprenger, G.A., & Swings, J. (2005) Genus Zymomonas, In Garrity, G.M. (Hg.) Bergey´s Manual of Systematic Bacteriology, Second edition,Vol. 2, pp.282-286. The Proteobacteria, Springer Verlag, New York.

Sprenger, G.A. (2007) Aromatic Amino Acids. pp. 93-127. In Amino Acid Biosynthesis – Pathways, Regulation and Metabolic Engineering (Microbiology Monographs Vol.5/2007) (Wendisch, V., Hg.) Springer Verlag, Berlin Heidelberg.